Analyse von 3,4-Methylendioxymethamphetamin (MDMA) und seinen Metaboliten in Plasma und Urin mittels HPLC–DAD und GC–MS
Institut für Pharmazie, Universität Bern, Baltzerstr. 5, CH-3072 Bern, Schweiz
Juraj Styk – Psychiater, Birmannsgasse 39, CH-4055 Basel, Schweiz
Einleitung
Der Freizeitkonsum von 3,4-Methylendioxymethylamphetamin (MDMA; Abbildung 1) hat in den USA und Europa seit Mitte bis Ende der 1980er-Jahre stark zugenommen. In Grossbritannien sollen mehr als 500'000 Menschen die Substanz pro Woche konsumieren (1). Seit 1986 ist MDMA international kontrolliert. Die Substanz zeigt ausgeprägte psychotrope Effekte, die sich von denen des strukturell verwandten Stimulans Amphetamin oder halluzinogener Phenylalkylamine (z. B. MDA, Mescalin) unterscheiden (2–6). MDMA wird antidepressive und anxiolytische Eigenschaften zugeschrieben; es soll ein kontrollierbares emotionales Erleben mit Entspannung, innerer Ruhe, gesteigerter Empathie und reduzierter Angstreaktion erzeugen – weitgehend ohne Verzerrung der Sinneswahrnehmung und ohne ausgeprägte Stimulation (5–10). Für MDMA wurde eine neue psychoaktive Substanzklasse, die «Entaktogene» (griechisch-lateinisch: «ein inneres Berühren erzeugen»), vorgeschlagen (3,5–7,11). Der Wirkmechanismus von MDMA ist durch eine hohe Affinität zu Serotonin-Wiederaufnahmestellen charakterisiert, während die Affinität zu noradrenergen und dopaminergen Neuronen geringer ist (12). Übersichten zur Pharmakologie von MDMA sind in der Literatur verfügbar (13,14).
Die akute und chronische Toxizität von MDMA ist umstritten. In Tierversuchen wurden dosis- und speziesabhängige neurotoxische Effekte auf zentrale serotonerge Neuronen (Degeneration von Axonterminalen) beschrieben (12,15–22); die Relevanz dieser Befunde für den Menschen ist jedoch noch unklar (23–25). Es existieren keine Berichte über Personen, die MDMA regelmässig in hohen Dosen konsumieren, da die positiven Effekte mit der Zeit nachlassen und die negativen zunehmen (5,8). Gut dokumentierte Todesfälle im Zusammenhang mit MDMA sind ausserordentlich selten und meist auf kardiale Vorerkrankungen, kardiovaskuläre Komplikationen oder Hyperthermie zurückzuführen (26–28). Eine Autopsiestudie an sieben Männern (20–25 Jahre), die nach MDMA- oder MDEA-Konsum verstorben waren, zeigte signifikante Veränderungen in Leber, Herz und Gehirn (1); als mögliche Schadenmechanismen wurden Hyperthermie, direkte Organtoxizität, individuelle Suszeptibilität, abnormer Metabolismus und Wasserintoxikation diskutiert.
Andererseits wird auch das therapeutische Potenzial von MDMA diskutiert. Zum Beispiel wird MDMA als Adjuvans in der Psychotherapie eingesetzt (5,7,9,29,30), wo es die therapeutische Kommunikation fördern und das Selbstbild der Patienten stärken soll (26), sowie als Analgetikum bei Patienten mit terminalem Karzinom (31).
Zur Bestimmung von MDMA in biologischen Proben wurden HPLC mit elektrochemischer (32,33), UV- (34) oder Diodenarray-Detektion (35) sowie GC-NPD (36) und GC-MS (32,37–44) eingesetzt. Tierversuche zeigten, dass MDMA durch N-Demethylierung, O-Dealkylierung, Desaminierung, O-Methylierung und O-Konjugation zu Glucuroniden und/oder Sulfaten metabolisiert wird. Im Urin nachgewiesene Metaboliten umfassen MDA, HMMA, HMA und weitere (32,36,37,41,42). Beim Menschen sind bisher nur wenige MDMA-Studien durchgeführt worden. Ziel der vorliegenden Studie war es, die analytische Methodik zur Überwachung von MDMA und seinen Metaboliten in Körperflüssigkeiten zu etablieren und das pharmakokinetische Verhalten von MDMA beim Menschen unter kontrollierten Bedingungen zu untersuchen.
Experimentalteil
Standards und Chemikalien
(±)-3,4-Methylendioxymethamphetamin-Hydrochlorid (MDMA) wurde von Eprova (Schaffhausen, Schweiz) bezogen; (±)-3,4-Methylendioxyamphetamin-Hydrochlorid (MDA) und (+)-Methamphetamin-Hydrochlorid (MA) stammten von Sigma (Buchs, Schweiz). (±)-4-Hydroxy-3-methoxymethamphetamin (HMMA) wurde durch Reaktion von Methylaminhydrochlorid, Natriumcyanoborhydrid und 4-Hydroxy-3-methoxyphenylaceton synthetisiert, welches durch Oxidation von 4-Hydroxy-3-methoxyphenyl-2-nitropropen hergestellt wurde (45). (±)-4-Hydroxy-3-methoxyamphetamin (HMA) wurde durch Reduktion von 4-Hydroxy-3-methoxyphenyl-2-nitropropen gewonnen, das durch Reaktion von 4-Hydroxy-3-methoxybenzaldehyd mit Nitroethan hergestellt wurde (45). (±)-3,4-Dihydroxymethamphetamin (HHMA) wurde durch Demethylierung von 3,4-Dimethoxymethamphetamin mit Bortribromid synthetisiert (46); das Ausgangsmaterial wurde aus 3,4-Dimethoxyphenylaceton, Methylaminhydrochlorid und Natriumcyanoborhydrid hergestellt (45). (±)-3,4-Dihydroxyamphetamin (HHA) wurde durch Reaktion von 3,4-Dibenzoylbenzaldehyd mit Nitroethan zu 3,4-Dibenzoylphenyl-2-nitropropen, anschliessende Reduktion zu 3,4-Dibenzoylamphetamin und Debenzylierung zu HHA synthetisiert (47). Alle synthetisierten Standards wurden als Hydrochloride hergestellt und mittels MS, IR, ¹H-NMR und ¹³C-NMR charakterisiert. β-Glucuronidase/Sulfatase Typ H-1 wurde von Sigma bezogen. Alle übrigen Chemikalien und Reagenzien waren von HPLC- oder Analysequalität und stammten von Merck (Zürich) oder Fluka (Buchs, Schweiz).
Probengewinnung und -aufbereitung
Plasma- und Urinproben. Die Proben stammten von einer 40-jährigen Probandin (Subjekt A) und einem 23-jährigen Probanden (Subjekt B), die im Rahmen einer psycholytischen Therapie durch einen Psychiater (J.S., Mitautor) der Schweizerischen Ärztegesellschaft für Psycholytische Therapie (SÄPT) unter Genehmigung des Schweizerischen Bundesamts für Gesundheit behandelt wurden. Blutproben (10–20 mL) wurden über einen liegenden Venenkatheter zu den Zeitpunkten 0, 15, 30, 45, 60, 75, 90, 105, 120, 135, 150, 170, 190, 220, 250, 310, 380, 450 und 530 min nach oraler Verabreichung von 1,5 mg/kg MDMA (als freie Base) entnommen. Heparinisiertes Blut wurde 10 min bei 2000 rpm zentrifugiert; das Plasma wurde bei –20 °C gelagert. Urinproben von Subjekt A wurden zu 0, 1,5, 3,5, 5,5, 7,5, 10, 22 und 23,75 h, von Subjekt B zu 0, 1, 1,25, 1,5, 3,75, 4,2, 5, 5,5, 6,4, 8,4, 10,5, 12,5, 16 und 21,5 h nach MDMA-Einnahme gesammelt und bei –20 °C gelagert.
Aufbereitung von Plasmaextrakten für HPLC. Die Festphasenextraktion (SPE) und Reinigung der Plasmaproben erfolgten auf einem automatisierten SPE-System (ASPEC, Gilson Medical Electronics France S.A., Synmedic, Zürich). Gefrorene Plasmaproben wurden im Ultraschallbad aufgetaut und bei Bedarf zentrifugiert. Zu 1,2 mL Plasma wurden 100 µL Interner-Standard-Lösung (800 ng/mL MA in Wasser) und 0,6 mL 75 mM H₃PO₄ (85%) gegeben, 1 min im verschlossenen Fläschchen beschallt und 10 min bei 2000 rpm zentrifugiert. Der Überstand (1,5 mL) wurde auf die Adsorbex-SCX-SPE-Säule (100 mg; Merck, Zürich) aufgetragen, die mit 2 mL Methanol, 1 mL Wasser und 2 mL 25 mM KH₂PO₄ konditioniert worden war. Nach Trocknung der Säule mit 6 mL Luft wurden Matrixstörungen mit 1,5 mL 25 mM KH₂PO₄ und 1 mL Methanol ausgewaschen. Die Elution erfolgte zweimal mit 1,25 mL Methanol–HCl 7,3% (97,5:2,5). Nach Zugabe von 90 µL 1 M K₂HPO₄ wurde ein 2-mL-Aliquot des Eluats unter Stickstoffstrom auf ca. 100 µL eingeengt und auf genau 200 µL mit Wasser aufgefüllt. Nach Filtration durch einen mit Baumwollwatte gefüllten Pasteurpipettenaufsatz wurden 25 µL der filtrierten Lösung für die HPLC eingesetzt.
Aufbereitung von Urinextrakten für HPLC. Die SPE und Reinigung der Urinproben erfolgten analog zur Plasmaaufbereitung, modifiziert für das ASPEC-System (35). Zu 1,4 mL Urin wurden 14 µL Interner-Standard-Lösung (1,24 mg/mL MA) und 0,6 mL 75 mM KH₂PO₄ gegeben; der pH wurde ggf. mit 200 mM H₃PO₄ auf 5 eingestellt. Nach SPE auf Adsorbex-SCX-Säulen (Konditionierung, Waschen und Elution analog Plasma) wurde das Eluat auf 150 µL eingeengt; 3 µL wurden für die HPLC verwendet.
Enzymatische Hydrolyse. Zur enzymatischen Hydrolyse der Konjugate wurden zu 1,4 mL Urin 0,6 mL 75 mM KH₂PO₄ mit 10'000 Einheiten/mL Urin β-Glucuronidase/Sulfatase (Helix pomatia, Typ H-1) und 14 µL Interner-Standard-Lösung zugegeben. Das Gemisch wurde 16 h bei 37 °C inkubiert, anschliessend zentrifugiert und 1,5 mL des Überstands wie beschrieben extrahiert; 3 µL des filtrierten Extrakts wurden für die HPLC eingesetzt.
Saure Hydrolyse. Zu 2 mL Urin mit 20 µL Interner-Standard-Lösung wurden 0,4 mL HCl (37%) gegeben; die Mischung wurde 15 min bei 120 °C und 10⁵ Pa inkubiert. Nach Abkühlen wurde zentrifugiert (2000 rpm, 5 min) und 1,5 mL des Überstands auf eine Bakerbond-C18-SPE-Säule (300 mg; P.H. Stehelin & Co., Basel) aufgetragen. Nach Konditionierung, Waschen und Elution mit 1,5 mL Methanol–75 mM KH₂PO₄ (95:5) wurde Methanol unter Stickstoff verdampft, auf 1,75 mL mit 50 mM KH₂PO₄ aufgefüllt und über Adsorbex-SCX extrahiert. Das Eluat wurde auf 200 µL eingeengt; 3 µL wurden für die HPLC verwendet.
Aufbereitung von Urinextrakten für GC-MS. Extraktion und Derivatisierung der Urinproben erfolgten mit TOXI-LAB® SPEC VC MP1-Mikrosäulen (15 mg; Toxi-Lab, Irvine, CA; Spectronex AG, Basel) nach Herstellerangaben für die Extraktion von Amphetamin und Methamphetamin. Nach On-Disc-Derivatisierung mit HFBA wurde Wasser (200 µL) zur Hexan–HFBA-Mischung gegeben und kräftig geschüttelt; die wässrige Phase wurde verworfen, 200 µL 4% NH₄OH zugegeben, erneut geschüttelt und 1 µL der Hexanschicht für die GC-MS-Analyse eingesetzt. Enzymatische und saure Hydrolyse erfolgten wie für die HPLC-Analyse beschrieben.
HPLC-Analyse
Das HPLC-System bestand aus einem Hewlett-Packard 1090M Flüssigchromatographen mit HP 1040M DAD und HP HPLC 3D Chemstation (Software A.02.00). Die Trennung von Plasma- und Urinproben erfolgte isokratisch bei 40 °C auf einer 150 × 4,6 mm (i.D.) Säule mit 20 × 4,0 mm (i.D.) Vorsäule, gepackt mit 3 µm Spherisorb ODS-1. Die mobile Phase war Acetonitril–Wasser (96:904, v/v) mit 5,0 mL (8,5 g) Orthophosphorsäure (85%) und 0,28 mL (0,22 g) Hexylamin pro 1000 mL. Flussrate: 1 mL/min. Die Quantifizierung von MDMA, MDA, HMMA und HMA vor und nach enzymatischer oder saurer Hydrolyse erfolgte bei 200 nm über Peakflächen mit der Internen-Standard-Methode.
GC-MS-Analyse
Das GC-MS-System bestand aus einem HP 5990 GC mit HP 5970 massenselektivem Detektor. Ein 1-µL-Aliquot der derivatisierten Urinextrakte wurde auf einer DB-5-Kapillarsäule (J&W Scientific; 20 m × 0,18 mm i.D.; 0,40 µm Filmdicke) getrennt, die direkt in die Ionenquelle eingeführt war. Injektortemperatur 260 °C, Transferline 280 °C. Ofentemperaturprogramm: 70 °C (1 min), 10 °C/min auf 200 °C, 15 °C/min auf 280 °C (14 min). Helium als Trägergas (0,7 mL/min). MS im Scan- und SIM-Modus (Scanbereich m/z 33–780; 0,57 Scans/s). Charakteristische Ionen: m/z 389, 254, 210, 162, 135 (MDMA-HFBA); 375, 240, 162, 135 (MDA-HFBA); 587, 360, 254, 210 (HMMA-di-HFBA); 573, 360, 240, 163 (HMA-di-HFBA); 769, 542, 515, 254, 210 (HHMA-tri-HFBA); 755, 542, 515, 240, 210 (HHA-tri-HFBA).
Ergebnisse und Diskussion
HPLC-Analyse
Das gleiche SPE-Verfahren, das für Serienanalysen automatisiert werden kann, wurde für die Aufbereitung von Plasma- und Urinproben eingesetzt. Wie in den Abbildungen 2 und 3 gezeigt, wird ein Grossteil der endogenen Matrix durch die hochselektive Kationenaustauschersäule eliminiert, während ca. 98 bzw. 99% MDMA aus Plasma bzw. Urin zurückgewonnen werden. Die Extraktionseffizienz für MDA, HMMA und HMA wurde als gut bis ausgezeichnet bewertet (Wiederfindung: 100, 90 und 68%). Methamphetamin (MA) wurde als interner Standard gewählt; Amphetamin war zu polar und interferierte mit der Matrix.
Für die Bestimmung der konjugierten Mono- und Dihydroxy-MDMA-Metaboliten (HMMA, HMA, HHMA usw.) war vor der SPE eine enzymatische oder saure Hydrolyse erforderlich. Die saure Hydrolyse war schneller (innerhalb 1 h abgeschlossen), effizienter (vgl. Abbildung 3) und kostengünstiger als die Verwendung von β-Glucuronidase/Sulfatase.
Das hier verwendete chromatographische System wurde ursprünglich für die Methadon-Analyse entwickelt (48) und anschliessend routinemässig für psychotrope Substanzen in biologischer Matrix eingesetzt (49,50). Die Selektivität dieser universellen HPLC-Methode lässt sich durch Modifikation des Acetonitril-Wasser-Verhältnisses und der Hexylaminkonzentration für basische Analyten eines weiten Polaritätsbereichs optimieren. Hexylamin dient als Modifikator und Maskierungsreagenz für restliche Silanolgruppen des C₁₈-Umkehrphasenmaterials, was zu verbesserten Peakformen und kleineren k′-Werten führt. Abbildung 3 zeigt das Chromatogramm eines 21,5 h nach MDMA-Einnahme gesammelten Urins, der auch die polaren Metaboliten HHMA, HMA und HMMA ohne Interferenz mit der endogenen Matrix trennt.
Die Peakidentifizierung erfolgte durch Vergleich von Retentionszeiten und DAD-UV-Spektren mit Standards. Methylendioxyamphetamine (MDMA, MDA) zeigen UV-Maxima bei 200, 236 und 284 nm; Hydroxy-/Methoxy-substituierte Derivate (HMMA, HMA) bei 200, 228 und 278 nm. Die niedrige UV-Cutoff-Grenze der mobilen Phase erlaubt empfindliche Detektion bei 200 nm (Hauptmaximum aller Analyten). Die Nachweisgrenze (LOQ) für MDMA betrug 7 ng/mL in Plasma und Urin (Signal-Rausch-Verhältnis >3), für MDA 5 ng/mL und für HMA sowie HMMA 15 ng/mL im Urin. Aufgrund der ausserordentlichen Instabilität des dihydroxylierten Metaboliten HHMA konnte dieser nur identifiziert, nicht aber quantifiziert werden. HHA war mittels HPLC nicht nachweisbar. Die Interday-Präzision für MDMA betrug 0,9% (1800 ng/mL dotierter Urin), für HMMA 8,9% (Dreifachbestimmung an drei verschiedenen Tagen über zwei Wochen).
GC-MS-Analyse
Extraktion und Reinigung der Urinproben für die GC-MS-Analyse erfolgten mittels SPE-Scheibentechnologie. Die SPEC-MP1-Mikrosäulen (Festphasenextraktionskonzentratoren, Mixed Phase) bestehen aus starren Glasfaserscheiben mit modifizierter Kieselgelschicht. Im Vergleich zur klassischen Kartuschen-SPE werden weniger Probe, Lösungsmittel und Aufarbeitungszeit benötigt, und die Extrakte sind sauberer (51). Das Verfahren ist reproduzierbar und kostengünstig und erlaubt On-Disc-Derivatisierung, kann jedoch nicht automatisiert werden.
Abbildung 4 zeigt das GC-MS-Profil eines derivatisierten Urinextrakts vor und nach enzymatischer sowie saurer Hydrolyse (Full-Scan-Modus). Der Vergleich mit dem HPLC-Profil desselben, 21,5 h nach MDMA-Gabe von Subjekt B gewonnenen Urinextrakts (Abbildung 3) bestätigt die korrekte HPLC-Peakidentifizierung. HHA war mittels HPLC nicht identifizierbar, jedoch im GC-MS-Chromatogramm des Urins detektierbar. Die vorliegende GC-MS-Methode wurde nur für das qualitative Urinprofiling etabliert, könnte aber mit geringfügigen SPE-Modifikationen auch für die quantitative Analyse von Urin und Plasma verwendet werden.
Plasmaspiegel, renale Ausscheidung und Metabolismus von MDMA
Abbildung 5 zeigt die Plasmaprofile von MDMA und MDA der Subjekte A und B nach Verabreichung von 1,5 mg/kg MDMA. MDMA erschien innerhalb von 15 min (Subjekt B) bzw. 30 min (Subjekt A) im Plasma und erreichte nach 120 min maximale Plasmakonzentrationen von 330,3 ng/mL (Subjekt A) bzw. 331,3 ng/mL (Subjekt B). MDA, der einzige im Plasma identifizierte Metabolit, wurde erstmals nach 90 min (Subjekt B) bzw. 135 min (Subjekt A) detektiert. Maximale Plasmakonzentrationen von 15,3 ng/mL (Subjekt A) bzw. 10,0 ng/mL (Subjekt B) wurden nach 380 bzw. 150 min gemessen. Bis 8 h nach Einnahme waren noch signifikante MDMA-Mengen nachweisbar.
Abbildung 6 zeigt die Urinausscheidungsprofile der Subjekte A und B nach 1,5 mg/kg MDMA. Die MDMA-Konzentrationen lagen zwischen 13,09 und 28,14 µg/mL (Subjekt A) bzw. 0 und 18,12 µg/mL (Subjekt B) mit Maxima nach 5 bzw. 21,5 h. Bis zu 24,58 µg/mL (Subjekt A) bzw. 35,08 µg/mL (Subjekt B) HMMA wurden zwischen 1,5 und 16 h detektiert. Die MDA-Urinkonzentrationen variierten zwischen 0,11–2,30 µg/mL (Subjekt A) und 0–1,58 µg/mL (Subjekt B). Konzentrationen von 0–1,20 µg/mL HMA (Subjekt A) bzw. 0–2,05 µg/mL HMA (Subjekt B) wurden gemessen, mit höchsten Konzentrationen zwischen 5,5 und 21,5 h.
Der Vergleich der Urinprofile vor und nach Hydrolyse (Abbildung 3) zeigt deutlich, dass die Metaboliten mit offenem Methylendioxyring (HMMA, HMA, HHMA) vorwiegend als Konjugate (Glucuronide und/oder Sulfate) ausgeschieden werden. Die Urinkonzentrationen spiegeln die interindividuellen Unterschiede im Ausscheidungsmuster wider. HMMA (als Konjugat) und nicht MDA – wie in früheren Studien angenommen (43) – ist der wichtigste Urinmetabolit von MDMA; die HMMA-Spitzenkonzentration kann sogar die Ausgangssubstanz übertreffen. Diese Ergebnisse bestätigen die Befunde einer unkontrollierten Studie, in der ein Urinextrakt eines tödlich verunglückten Motorradfahrers mittels GC-MS analysiert wurde (38). Die vorliegende Studie wird durch einen Versuch mit sechs Patienten und leicht modifiziertem Protokoll (längere Sammelperioden) fortgeführt; die vollständige pharmakokinetische Auswertung ist in Bearbeitung.
Schlussfolgerung
HPLC in Kombination mit automatisierter SPE ist die Methode der Wahl für das pharmakokinetische Profiling von MDMA und seinen konjugierten und nicht konjugierten Metaboliten in Plasma und Urin. GC-MS mit SPEC-ODD-Probenaufbereitung wird als Bestätigungsmethode empfohlen. Die kontrollierte klinische Studie mit oral verabreichtem MDMA zeigte, dass die wichtigsten Stoffwechselwege von MDMA beim Menschen die Spaltung der Methylendioxybrücke, die Demethylierung sowie die Konjugation sind, wobei HMMA und HHMA die wichtigsten Urinmetaboliten darstellen.
Danksagung
Diese Arbeit wurde teilweise durch Mittel des Schweizerischen Bundesamts für Gesundheit (Stiftung für Betäubungsmittelforschung) unterstützt.
Literatur
- C.M. Milroy, J.C. Clark, A.R.W. Forrest. Pathology of deaths associated with «ecstasy» and «eve» misuse. J. Clin. Pathol. 49:149–53 (1996).
- A.T. Shulgin. The background and chemistry of MDMA. J. Psychoactive Drugs 18:291–304 (1986).
- D.E. Nichols. Differences between the mechanism of action of MDMA, MBDB, and the classic hallucinogens. J. Psychoactive Drugs 18:305–13 (1986).
- R.A. Glennon. Stimulus properties of hallucinogenic phenylalkylamines. In Pharmacology and Toxicology of Amphetamine and Related Designer Drugs. NIDA Res. Monograph 94, 1989, S. 43–67.
- L. Hermle, M. Spitzer, D. Borchardt, K.-A. Kovar, E. Gouzoulis. Psychological effects of MDE in normal subjects. Neuropsychopharmacol. 8:171–76 (1993).
- K.M. Hegadoren, M.T. Martin-Iverson, G.B. Baker. Comparative behavioural and neurochemical studies with a psychomotor stimulant, an hallucinogen and 3,4-methylenedioxy analogues of amphetamine. Psychopharmacol. 118:295–304 (1995).
- G.R. Greer, R. Tolbert. Subjective reports of the effects of MDMA in a clinical setting. J. Psychoactive Drugs 18:319–27 (1986).
- S.J. Peroutka, H. Newman, H. Harris. Subjective effects of 3,4-methylenedioxymethamphetamine in recreational users. Neuropsychopharmacol. 1:273–77 (1988).
- G.R. Greer, R. Tolbert. The therapeutic use of MDMA. In Ecstasy: The Clinical, Pharmacological and Neurotoxicological Effects of the Drug MDMA. Kluwer, Boston, 1990, S. 21–35.
- E. Gouzoulis, U. von Bardeleben, A. Rupp, K.-A. Kovar, L. Hermle. Neuroendocrine and cardiovascular effects of MDE in healthy volunteers. Neuropsychopharmacol. 8:187–93 (1993).
- D.E. Nichols, R. Oberlender. Structure-activity relationships of MDMA. In Ecstasy. Kluwer, Boston, 1990, S. 105–31.
- G. Battaglia, B.P. Brooks, C. Kulsakdinum, E.B. De Souza. Pharmacologic profile of MDMA at various brain recognition sites. Eur. J. Pharmacol. 149:159–63 (1988).
- A.R. Green, A.J. Cross, G.M. Goodwin. Review of the pharmacology of MDMA. Psychopharmacol. 119:247–60 (1995).
- T.D. Steele, U.D. McCann, G.A. Ricaurte. MDMA: Pharmacology and toxicology in animals and humans. Addiction 89:539–51 (1994).
- G. Battaglia, S.Y. Yeh, E.B. De Souza. MDMA-induced neurotoxicity. Pharmacol. Biochem. Behav. 29:269–74 (1988).
- G. Ricaurte, L.E. De Lanney, I. Irwin, J.W. Langston. Toxic effects of MDMA on central serotonergic neurons in the primate. Brain Res. 446:165–68 (1988).
- R. Insel et al. MDMA selectively destroys brain serotonin terminals in rhesus monkeys. J. Pharmacol. Exp. Ther. 249:713–20 (1989).
- J.W. Gibb et al. Neurochemical effects of MDMA. In Ecstasy. Kluwer, Boston, 1990, S. 133–50.
- C.J. Schmidt, V.L. Taylor. Neurochemical effects of MDMA in the rat. In Ecstasy. Kluwer, Boston, 1990, S. 151–69.
- G. Battaglia, R. Zaczek, E.B. De Souza. MDMA effects in brain. In Ecstasy. Kluwer, Boston, 1990, S. 171–99.
- S.F. Ali et al. Oral administration of MDMA produces selective serotonergic depletion in the nonhuman primate. Neurotox. Terat. 15:91–96 (1993).
- M.I. Colado, A.R. Green. A study of the mechanism of MDMA-induced neurotoxicity of 5-HT neurones. Br. J. Pharmacol. 111:131–36 (1994).
- L.H. Price et al. Neuroendocrine and mood responses to L-tryptophan in MDMA users. Arch. Gen. Psych. 46:20–22 (1989).
- C. Grob, G. Bravo, R. Walsh. Second thoughts on MDMA neurotoxicity. Arch. Gen. Psych. 47:288 (1990).
- G.A. Ricaurte et al. MDMA, serotonin and memory. J. Pharmacol. Exp. Ther. 266:1097–1105 (1993).
- G.P. Dowling, E.T. McDonough, R.O. Bost. «Eve» and «Ecstasy»: A report of five deaths. J. Am. Med. Assoc. 257:1615–17 (1987).
- G.P. Dowling. Human deaths and toxic reactions attributed to MDMA and MDEA. In Ecstasy. Kluwer, Boston, 1990, S. 63–75.
- N. Saunders. E for Ecstasy. London, 1993, S. 46–48.
- L. Grinspoon, J.M. Bakalar. Can drugs be used to enhance the psychotherapeutic process? Am. J. Psychother. 40:393–404 (1986).
- P. Gasser. Psycholytic therapy with MDMA and LSD in Switzerland. MAPS Newsletter 5(3):3–7 (1995).
- M. Nelson Cullen. MDMA phase II protocol design. MAPS Newsletter 4(4):15–17 (1994).
- M.Y. Yousif et al. Identification of metabolites of MDMA in rats. Drug Alcohol Dep. 26:127–35 (1990).
- R.E. Michel, A.B. Rege, W.J. George. HPLC/electrochemical detection method for MDA and MDMA in whole blood. J. Neurosci. Meth. 50:61–66 (1993).
- E.R. Garrett, K. Seyda, P. Marroum. HPLC assays of «Ecstasy». Acta Pharm. Nord. 3:9–14 (1991).
- H.J. Helmlin, R. Brenneisen. Determination of psychotropic phenylalkylamines by HPLC-DAD. J. Chromatogr. 593:87–94 (1992).
- K.M. Hegadoren, G.B. Baker, R.T. Coutts. Simultaneous separation of MDMA and MDA enantiomers by GC-NPD. Res. Comm. Subst. Abuse 14:67–80 (1993).
- H.K. Lim, R.L. Foltz. In vivo and in vitro metabolism of MDMA in the rat. Chem. Res. Toxicol. 1:370–78 (1988).
- H.K. Lim, R.L. Foltz. Identification of metabolites of MDMA in human urine. Chem. Res. Toxicol. 2:142–43 (1989).
- H.K. Lim, R.L. Foltz. In vivo formation of aromatic hydroxylated metabolites of MDMA in the rat. Biol. Mass Spectrom. 20:677–86 (1991).
- H.K. Lim, R.L. Foltz. Ion trap tandem MS evidence for the metabolism of MDMA to neurotoxic trihydroxy metabolites. Chem. Res. Toxicol. 4:626–32 (1991).
- H.K. Lim et al. Comparative investigation of MDMA in rat and mouse by GC-MS. J. Pharm. Biomed. Anal. 10:657–65 (1992).
- H.K. Lim, Z. Su, R.L. Foltz. Stereoselective disposition of MDMA by GC/ECNI-MS. Biol. Mass Spectrom. 22:403–11 (1993).
- K. Verebey, J. Alrazi, J.H. Jaffe. The complications of «Ecstasy» (MDMA). J. Am. Med. Assoc. 259:1649–50 (1988).
- B.K. Gan et al. Simultaneous analysis of amphetamine, methamphetamine and MDMA by SPE, derivatization and GC-MS. J. Forensic Sci. 36:1331–41 (1991).
- P.H. Morgan, A.H. Beckett. Synthesis of N-oxygenated products of 3,4-dimethoxyamphetamine. Tetrahedron 31:2595–2601 (1975).
- T.M. Garrett et al. Synthesis and characterization of macrobicyclic iron(III) sequestering agents. J. Am. Chem. Soc. 113:2965–77 (1991).
- K.S. Marshall, N. Castagnoli. Absolute configuration of α-methyldopamine formed metabolically from α-methyldopa. J. Med. Chem. 16:266–70 (1973).
- H.J. Helmlin, D. Bourquin, M. de Bernardini, R. Brenneisen. Determination of methadone in pharmaceutical preparations by HPLC-DAD. Pharm. Acta Helv. 64:178–82 (1989).
- R. Brenneisen et al. Determination of S-(–)-cathinone and its metabolite in human plasma by HPLC-DAD. J. Liq. Chromatogr. 14:271–86 (1991).
- K. Mathys, R. Brenneisen. Determination of cathinone metabolites in urine by HPLC-DAD. J. Chromatogr. 593:79–85 (1992).
- D.D. Blevins, S.K. Schultheis. Comparison of extraction disc and packed-bed cartridge technology in SPE. LC-GC Int. 7:70–72 (1994).
- J.B. Jones, L.D. Mell Jr. A simple wash procedure for improving chromatography of HFAA derivatized amphetamine extracts. J. Anal. Toxicol. 17:447 (1993).
Reproduziert in der deutschen Ausgabe 2021 — mit zusätzlichen neuen Informationen.
